高血糖和氧化应激上调HeLa细胞中HSP60和HSP70的表达

摘要

热休克蛋白60和70（HSP60和HSP70）是细胞内蛋白，在2型糖尿病（T2DM）患者的体循环中水平升高。导致其分泌的条件以及其从细胞中移位的机制尚未明确。本研究的目的是确定与T2DM相关的特定细胞应激源，即高血糖和氧化应激，是否会导致体外人体细胞HSP60的上调。人HeLa细胞在补充有100 mM葡萄糖、200μM过氧化氢（H₂O（运行）₂)和50μM叠氮化钠。最初，研究了这些处理对细胞生长速度的影响，每个处理都显著抑制生长速度。LDH和MTT分析也成功证明，这些处理不会显著增加细胞溶解，但会显著损害线粒体脱氢酶活性。为了证实这种线粒体特异性抑制形式，DCFDA分析用于研究细胞内活性氧（ROS）生成的任何增加。所有三种处理都显著增加了ROS生成，随着暴露时间的延长，ROS生成量增加。有趣的是，当HeLa细胞暴露于100 mM葡萄糖、200μM H₂O（运行）₂和50μM叠氮化钠对这两种分子应激蛋白的显著诱导作用是未处理对照细胞的2.43-5.08倍。

介绍

T2DM是世界上最常见的代谢性疾病，世界卫生组织（WHO）预测，在2005年至2030年间，与T2DM相关的死亡人数将增加一倍（Danaei等人。2011)。T2DM患者患心血管疾病（CVD）的风险增加，这是糖尿病患者50-80%的死亡原因（Danaei等人。2011).

已发现T2D与线粒体特异性细胞应激有关（Giacco和Brownlee，2010)。在T2D中引发这种反应的主要应激源是高血糖和氧化应激（Mulder和Ling，2009; Kim等人。，2008; 洛厄尔和舒尔曼，2005)。还发现T2D与热休克蛋白60（HSP60）水平升高有关（Aguilar Zavala等人。，2008; Nakhjavani等人。，2010; Yuan等人。，2011)。热休克蛋白（HSPs）是一类在所有生物体中普遍表达的功能相关蛋白。在热休克反应（Ritossa，1996)。一种特殊的热休克蛋白HSP60的诱导被发现与线粒体特异性细胞应激相关（Martinus等人。，1996)。最近发现HSP60在细胞外分泌和表达，首先被认为是严格意义上的细胞内表达，在细胞内发挥伴侣和蛋白质折叠的作用（Yuan等人。，2011)。然而，这些易位和分泌机制尚未明确确定。细胞外表达的HSP60被认为有助于动脉粥样硬化的发展（Ellins等人。，2008; Pockley等人。，2003).

因此，与T2D相关的应激源可能是T2D中细胞外HSP60水平升高的原因（Nakhjavani等人。，2010; Yuan等人。，2011)。为了确定高血糖和氧化应激是否导致HSP60表达的诱导，HeLa细胞在补充葡萄糖和过氧化氢的培养基中生长，以分别模拟高血糖和氧应激。叠氮化钠被用作第三种治疗方法，因为它是一种已知的线粒体应激源，与电子传递链中复合物IV的血红素成分不可逆地结合。LDH和MTT分析也表明，所选浓度的葡萄糖、过氧化氢和叠氮化钠不会导致细胞溶解，但会抑制线粒体生物能量学功能。ROS生成也通过DCFDA分析进行测量，因为文献中的证据表明ROS活性介导HSP诱导机制（Ahn和Thiele，2002)。HeLa细胞被用作外周组织的代表。

方法

细胞培养和剂量反应

HeLa细胞在37°C、5%CO的完全DMEM培养基中生长₂，在加湿培养箱中（标准培养条件）。细胞每7天传代一次，传代3天后更换培养基。在剂量反应实验中，以大约60000个细胞/mL的密度将细胞接种到含有一定范围葡萄糖（25-125 mM）、H₂O（运行）₂（0-250μM）和叠氮化钠（0-100μM）浓度。在7天内，每24小时用台盼蓝排除法估计细胞密度。

LDH测定

将接近汇合处的HeLa细胞接种在一个96-well板上，在100μL DMEM中添加葡萄糖（25-125 mM），H₂O（运行）₂（0-250μM）和叠氮化钠（0-100μM）。然后将平板放回标准培养条件下培养3天，此时细胞将处于指数生长阶段。然后，用100μL 10×裂解液处理一组对照细胞（最大对照），并将平板返回标准培养条件45分钟。在此时间段后，以250×克在室温（RT）下将细胞碎片颗粒化5分钟。从培养板的每个孔中取出50μL上清液，转移到96 well酶分析板的相应孔中。然后将50μL重组底物添加到分析板每个孔的上清液中。然后将平板遮光，并在室温下培养30分钟。通过向平板的每个孔中添加50μL停止溶液终止分析，并在490 nm处读取吸光度。

MTT法

将接近汇合处的HeLa细胞接种在一个96-well板上，在100μL DMEM中添加葡萄糖（25-125 mM），H₂O（运行）₂（0-250μM）和叠氮化钠（0-100μM）。然后将平板返回，在标准培养条件下培养3天，此时细胞将处于指数生长阶段。72小时后，取出培养基，用10μL重组MTT替换DMEM中的培养基。然后将平板在标准培养条件下培养2小时。培养期结束后，去除培养液。然后添加100μL MTT溶解溶液。然后将平板放在微型搅拌器上10分钟，以帮助溶解晶体，在570 nm处读取吸光度，在655 nm处读取背景。

DCFDA分析

将接近融合的HeLa细胞接种到96孔黑色培养板上，培养板中加入100μL补充有葡萄糖（25-125mM）的DMEM，H₂O（运行）₂（0-250μM）和叠氮化钠（0-100μM）。然后将平板放回标准培养条件下培养24小时、3天和7天。在孵育期结束时，取出DMEM培养基，用100μL预加热PBS清洗细胞。然后将细胞在仅含2%FBS的100μL Opti-MEM中再孵育一小时，并进一步补充2.5μL 400μM DCFDA。在1小时的孵育期后，再次取出培养基，用100μL PBS冲洗细胞两次。然后添加200μL Opti-MEM，其中含有2%FBS，并测定激发波长为485 nm和发射波长为520 nm时30分钟内的荧光强度。数据标准化为在无H的情况下进行的对照分析₂O（运行）₂（在三个不同的孵育时间（24小时、3天和7天）），然后表示为对照组的相对荧光单位。

热冲击控制单元

作为获得阳性对照的一种手段，采用了热休克处理（Martinus等人。，1996)。HeLa细胞在培养瓶中培养3天，以达到指数生长阶段。然后用预加热至45°C的DMEM替换培养基，并将烧瓶置于45°C培养箱中20分钟。热处理后，再次更换介质，这一次使用DMEM预热至37°C。将培养物恢复到标准培养条件下6小时。在此之后，收集细胞进行蛋白质提取。

蛋白质提取

使用TENT缓冲液和新添加的0.4 mM苯甲基磺酰氟（PMSF）作为蛋白酶抑制剂分离总蛋白。用100μL TENT缓冲液通过涡流使样品破裂，然后在4°C下培养30分钟。在此孵育期后，将样品在4°C下在10000 rcf下旋转5分钟，以颗粒细胞碎片。将含有整个蛋白质的上清液转移到新试管中，并在−20°C下储存。

蛋白质分离和转移

总蛋白在10%聚丙烯酰胺不连续凝胶（0.76 mm）上分离，并在微型蛋白3细胞凝胶罐中运行。

每个含有20μg总蛋白的样品用蛋白负载缓冲液制成20μL。样品在沸水中变性约5分钟，然后装入井中。当条带穿过堆积凝胶时，凝胶在恒定的20 mA下电泳，30 mA穿过分解凝胶。终点确定为加载染料从凝胶中流出的时间。

使用PVDF膜和包含阴极、阳极I和阳极II缓冲液的3缓冲系统完成半干转移。将转移池在15 V下运行35分钟。转移完成后，在蒸馏水中对膜进行短暂冲洗，然后用Ponceau S染色15秒，以确定是否发生了有效转移。然后用蒸馏水清洗污渍。

蛋白质印迹

在4°C下，将膜封闭在TBST中的10%脱脂乳中过夜。第二天，在TBST中清洗膜。然后将膜在一级多克隆兔HSP60（蓝宝石生物科学）中以1:250的比例放入TBST中5%脱脂牛奶中，在4°的加湿室中培养过夜。在TBST中进行另一组清洗后，将膜在过氧化物酶结合的山羊抗兔IgG（Sigma）1:1000中，在TBST的5%脱脂牛奶中，在陀螺摇杆上的加湿室中培养5小时。在陀螺摇杆上的TBST中进行另一组清洗后，将膜转移到玻璃板上，并与SuperSignal West Pico化学发光基板（Pierce）孵育1分钟。使用LAS-100 Plus凝胶记录系统（Fujifilm）对膜进行可视化，并使用Gel Quant软件测量条带的强度。剥离后，用多克隆兔HSP70（Sapphire Bioscience）探测相同的印迹。在用抗肌动蛋白抗体探测相同的膜后，将感兴趣的蛋白质产生的Quant值归一化为看门人基因肌动蛋白。

统计分析

本研究中的所有统计分析均使用Microsoft Excel进行。在适当的情况下对数据进行平均，并使用Excel计算平均值的标准误差（S.E.M.）。进行双尾学生t检验以确定数据的显著性，可接受的显著性水平为p<0.05，用“*”表示。

结果和讨论

细胞培养和剂量反应曲线

用50、100和150μM H处理的细胞₂O（运行）₂1μM、10μM和25μM叠氮化钠的生长速度与未经处理的对照培养物相比具有可比性。与对照组相比，用50和75 mM葡萄糖处理的细胞的生长速度略有降低。最后是100和125 mM葡萄糖组，200和250μM H₂O（运行）₂50μM和100μM叠氮化钠组在培养期结束前显著降低了生长速度。

为了比较各处理组的细胞生长情况，将每个时间点的细胞数归一化为对照细胞数。细胞生长速率在培养期第3天和第5天之间的指数生长阶段测定，如图所示1a、 b和c。

图1

补充葡萄糖、H2O2和叠氮化钠的HeLa细胞的生长速率。一-补充葡萄糖（25-125 mM）的HeLa细胞的生长速度。显示S.E.M.的误差条。第3天和第5天之间的增长率被视为指数增长阶段的增长率。b条-添加H的HeLa细胞的生长速度₂O（运行）₂（0-250微米）。显示S.E.M.的误差条。第3天和第5天之间的增长率被视为指数增长阶段的增长率。c（c）-添加叠氮化钠（0-100μM）的HeLa细胞的生长速率。显示S.E.M.的误差条。第3天和第5天之间的增长率被视为指数增长阶段的增长率。

正如预期的那样，增加处理浓度会增加对细胞生长的抑制。50和75 mM葡萄糖（抑制率分别为11%和30%）、150μM H₂O（运行）₂（4%），以及10和25μM叠氮化钠（分别为11%和9%）。100和125 mM葡萄糖（分别为36%和84%）、200和250μM H的处理产生了强烈的生长抑制₂O（运行）₂（分别为54%和91%），以及50和100μM叠氮化钠（分别为47%和78%）。

有趣的是，在所有治疗中都存在一定程度的兴奋。刺激是指由低水平的潜在毒性物质引起的刺激效应（Calabrese等人。，2012)。25 mM葡萄糖和50和100μM H₂O（运行）₂与指数生长阶段的对照相比，所有处理都导致生长速率增加。发现1μM叠氮化钠的生长速度与对照组相当。虽然相对较低的葡萄糖水平会导致生长增加并不奇怪，因为它会向细胞培养物传递更多的能量来源，但H₂O（运行）₂确实增加了增长，这与以前的研究结果一致（伯顿，1995)。H（H）₂O（运行）₂其对细胞增殖的刺激作用引起了人们的特别关注，因为已经发现H₂O（运行）₂由定期运动产生的刺激作用表明轻微的氧化应激可能具有有益的作用（Radak等人。，2008).

为了证实上述细胞生长受损确实是线粒体抑制而非坏死细胞死亡的结果，我们通过MTT分析将乳酸脱氢酶（LDH）释放到生长介质中并形成甲氧嗪作为线粒体脱氢酶活性的指标。

LDH测定

在培养3天后，计算LDH含量相对于相应最大对照样品的百分比。假设每个死亡细胞释放等量的LDH。因此，LDH含量的百分比被解释为溶解细胞的百分比，如图2.

图2

存在葡萄糖时的裂解细胞百分比，H ₂ O（运行） ₂ 和叠氮化钠。与对照组相比，细胞溶解程度显著升高的唯一浓度是最大处理浓度。所有其他处理浓度在细胞溶解程度上没有显著差异。（*表示具有统计学意义的值，p<0.05）。

葡萄糖对照样品有25.50±1.31%的裂解细胞，与75和100 mM葡萄糖组（分别有22.76±1.29%和26.46±1.00%的裂解细胞）无显著差异。然而，与对照组相比，125 mM葡萄糖处理导致裂解细胞的百分比显著增加（p<0.05）；导致31.46±1.37%的细胞溶解。

H₂O（运行）₂对照样品有27.84±3.04%的裂解细胞，与150和200μM H相比无显著差异₂O（运行）₂两组细胞的裂解率分别为27.61±2.33%和30.69±2.19%。然而，经250μM H处理的样品₂O（运行）₂与对照组相比，细胞裂解率显著增加（p<0.05）；导致37.71±3.09%的细胞裂解。

叠氮化钠对照样品有24.42±1.13%的裂解细胞，与25和50μM叠氮化钠组（分别有26.80±1.18%和27.57±1.51%的裂解细胞）无显著差异。然而，与对照组相比，100μM叠氮化钠处理导致裂解细胞的百分比显著增加（p<0.05）；导致32.08±2.85%的细胞溶解。

从LDH分析结果可以得出结论，与对照细胞相比，100 mM葡萄糖、200μM过氧化氢和50μM叠氮化钠不会导致显著的细胞溶解。这些浓度特别令人感兴趣，因为它们降低了生长速度，但不会导致细胞溶解增加，这表明存在细胞应激的潜在状态。为了确定这种应激是否针对线粒体水平，进行了MTT分析。

MTT法

培养3天后，细胞与MTT孵育2小时。之后，将甲赞结晶溶解，读取吸光度，并将结果解释为相对于对照组的线粒体活性百分比，如图所示三.

图3

存在葡萄糖时的线粒体脱氢酶活性，H ₂ O（运行） ₂ 和叠氮化钠。与相应对照组相比，所有浓度均显著抑制线粒体生物能量功能。（*表示具有统计学意义的值，p<0.05）。

与对照细胞相比，所有葡萄糖样品的线粒体脱氢酶活性均显著降低（p<0.05）。75 mM葡萄糖导致84.29±1.20%，100 mM导致78.21±1.13%，125 mM葡萄糖引起73.96±1.12%的线粒体脱氢酶活性。

所有H₂O（运行）₂与对照细胞相比，样品的线粒体脱氢酶活性显著降低（p<0.05）。150μM小时₂O（运行）₂结果为87.70±3.07%，200μM为81.97±1.41%，250μM为59.61±4.21%。

与对照细胞相比，所有叠氮化钠样品的线粒体脱氢酶活性均显著降低（p<0.05）。25μM叠氮化钠导致91.76±2.27%，50μM导致73.61±3.53%，100μM导致75.33±1.20%的线粒体脱氢酶活性。

从MTT分析结果可以得出结论，与对照细胞相比，100 mM葡萄糖、200μM过氧化氢和50μM叠氮化钠确实会显著抑制线粒体生物能量。结合剂量反应和LDH结果，MTT结果表明100 mM葡萄糖、200μM过氧化氢和50μM叠氮化钠会导致线粒体特异性细胞应激。为了进一步支持这一结论，DCFDA分析用于研究ROS的生成，这是与线粒体损伤的常见关联。

DCFDA分析

在培养1、3和7天后，细胞与DCFDA孵育1小时。之后读取荧光，并将结果归一化为H₂O（运行）₂缺乏控制。结果被解释为ROS水平相对于对照组的百分比，如图所示4.

图4

葡萄糖、H存在时的ROS水平 ₂ O（运行） ₂ 和叠氮化钠超过24小时、3天和7天。24小时后，每个样本的ROS活性显著升高，在3天和7天内持续升高。在第3天到第7天期间，观察到ROS活性显著增加。（*表示具有统计学意义的值，p<0.05）。

24小时后，所有样本的ROS水平均显著升高（p<0.05）。葡萄糖治疗导致109.06±2.27%，H₂O（运行）₂治疗组的ROS水平为112.93±2.71%，叠氮化钠治疗组为110.77±2.24%。

3天后，所有样本的ROS水平均显著升高（p<0.05）。葡萄糖处理的结果为123.63±6.24%₂O（运行）₂治疗组的ROS水平为135.36±7.33%，叠氮化钠治疗组为134.77±7.15%。

7天后，所有样本的ROS水平均显著升高（p<0.05）。葡萄糖治疗的结果为179.95±23.78%₂O（运行）₂治疗组的ROS水平为304.56±29.02%，叠氮化钠治疗组为279.13±43.82%。

DCFDA分析结果表明，增加暴露于每种处理的时间会增加细胞内ROS的生成程度，支持100 mM葡萄糖、200μM过氧化氢和50μM叠氮化钠导致线粒体特异性细胞应激的结论。细胞内ROS活性水平的增加已被证明可诱导热休克因子-1（HSF-1）的浓度依赖性反式激活和DNA结合活性，HSF-1是HSP60的主要转录因子（Jacquier-Sarlin和Polla，1996)。因此，可以预期，如果这些治疗确实诱导了热休克反应，更长的治疗时间将导致HSP60的更明显诱导。采用Western blots研究100 mM葡萄糖、200μM过氧化氢和50μM叠氮化钠对HSP60和HSP70表达的影响。

蛋白质印迹

在聚丙烯酰胺凝胶上分离总蛋白并转移到PVDF膜上后，使用Ponceau S染色显示标准HSP60带位于60kDa，并且蛋白质负载均匀。在western blot后，每个样品都有一个单一的条带，条带的大小似乎与标准HSP60蛋白条带的尺寸相同。然后使用Gel-Quant软件对条带进行定量，并绘制与对照组的相对表达。

如图所示，HSP60蛋白表达在3天内的所有治疗中均上调5a和6热休克细胞HSP60表达增加2.23倍，而100 mM葡萄糖、200μM H₂O（运行）₂，和50μM叠氮化钠分别增加了1.61、1.54和2.12倍。与对照组相比均有显著性差异（p<0.05）。

图5

热休克、葡萄糖、H2O2和叠氮化钠处理3天和7天后HeLa细胞HSP60表达的Western blots。一-热休克、葡萄糖（100 mM）、H₂O（运行）₂（200μM）和叠氮化钠（50μM）。在叠氮化钠处理的样品中观察到HSP60的诱导作用最大，在葡萄糖和过氧化氢处理中观察到的HSP60水平相似。在不同的印迹上对HSP60进行至少三次测试，以提供其诱导的准确表示。b条-热休克、葡萄糖（100 mM）、H₂O（运行）₂（200μM）和叠氮化钠（50μM）超过7天。叠氮化钠处理的样品对HSP60的诱导作用最大，其次是过氧化氢处理，用葡萄糖处理的样品诱导作用较小。在不同的印迹上对HSP60进行至少三次测试，以提供其诱导的准确表示。

图6

热休克、葡萄糖（100 mM）、过氧化氢（200μM）和叠氮化钠（50μM）处理3天和7天的细胞中HSP60的相对表达。与对照样品相比，所有治疗和时间段的HSP60表达水平均显著增加。（*表示具有统计学意义的值，p<0.05）。HSP60表达的倍数在3天后在所有治疗中都发生了变化，7天后表达水平急剧上升，与DCFDA分析中的趋势类似。

此外，在7天的治疗期内，所有治疗组的HSP60蛋白表达都进一步上调，如图所示5b和6根据这些膜，热休克细胞的HSP60表达增加了2.38倍。100 mM葡萄糖，200μM H₂O（运行）₂和50μM叠氮化钠分别增加2.43倍、3.58倍和4.74倍，与对照组相比差异显著（p<0.05）。

HSP60的western blot显示，用葡萄糖（100 mM）、H₂O（运行）₂（200μM）和叠氮化钠（50μM）均导致HSP60的表达显著增加。暴露时间的长短似乎对HSP60的诱导有显著影响，7天的治疗使HSP60表达显著增加。这一急剧上升似乎反映了同期ROS活动的情况。

尽管HSP60诱导的Gel Quant结果是三个不同斑点的平均值，但图5a和b并不完全令人信服。为了进一步支持正在研究的细胞应激源确实导致了分子应激蛋白的诱导这一结论，用HSP70抗体对western blot进行了重新免疫。数字7a、 b、和8清楚地提供了额外的证据，表明正在诱发一般细胞应激反应，导致至少HSP60和HSP70的热休克反应。HSP70的诱导程度与HSP60的诱导程度密切相关。

图7

热休克、葡萄糖、H2O2和叠氮化钠处理3天和7天后HeLa细胞HSP70表达的Western blots。一-用热休克、葡萄糖（100mM）、H处理的细胞中HSP70和肌动蛋白的蛋白质印迹₂O（运行）₂（200μM）和叠氮化钠（50μM）超过3天。叠氮化钠处理的样品中HSP70的诱导作用最强，其次是过氧化氢和葡萄糖处理的样品。在不同的印迹上对HSP70进行至少三次测试，以提供其诱导的准确表示。b条-热休克、葡萄糖（100 mM）、H₂O（运行）₂（200μM）和叠氮化钠（50μM）超过7天。叠氮化钠处理的样品对HSP70的诱导作用最大，其次是过氧化氢处理，用葡萄糖处理的样品诱导作用较小。在不同的印迹上测试HSP70至少三次，以提供其诱导的准确表示。

图8

热休克、葡萄糖（100 mM）、H ₂ O（运行） ₂ （200μM）和叠氮化钠（50μM）。与对照样品相比，所有治疗和时间段的HSP70表达水平均显著增加。（*表示具有统计学意义的值，p<0.05）。HSP70表达的倍数在3天后在所有治疗中都发生了变化，7天后表达水平急剧上升，与DCFDA分析中的趋势类似。

HSP60在针对线粒体水平的分子细胞应激反应中起着关键作用。热休克蛋白的主要作用是分子伴侣，在分子伴侣中，热休克蛋白介导其他多肽在细胞膜上的折叠、组装或移位；以及在蛋白质降解中的作用，构成细胞质泛素依赖性降解途径的一些基本成分（Burel等人。，1992)。此外，当暴露于各种蛋白毒性应激源时，HSPs的表达被诱导，以通过稳定受损蛋白质（Santoro、，2000).

细胞总HSP池中的可诱导HSP成分由HSF调节，其中HSF-1是主要调节因子。在没有细胞应激的情况下，HSF-1由于与HSPs相关而受到抑制，因此维持在非活性状态。如果发生细胞应激，HSPs会与任何错误折叠的蛋白质结合，然后与HSF-1分离。这使得HSF-1单体齐聚并形成活性三聚体，恢复其DNA结合活性。三聚体经历应激诱导的丝氨酸磷酸化，并转移到细胞核（普拉德和森莫，2008)。核定位后，HSF-1与位于热休克反应基因上游的HSE结合，从而导致HSP基因转录。然而，激活HSF-1的压力传感和信号机制尚未完全阐明。然而，文献中越来越多的证据表明，这种机制是由ROS介导的，尤其是H₂O（运行）₂（Ahn和Thiele，2002).

H（H）₂O（运行）₂先前已经记录了诱导HSF-1的浓度依赖性反式激活和DNA结合活性（尽管其程度小于经典热休克处理的程度（Jacquier-Sarlin和Polla，1996)。感知氧化应激需要HSF-1 DNA-结合域中的两个半胱氨酸残基参与氧化还原敏感的二硫键。其中一个或两个半胱氨酸残基突变的HSF-1衍生物被发现在应激诱导的三聚体化和DNA结合、应激诱导的核易位和HSP基因反激活以及保护小鼠细胞免受应激诱导的凋亡方面存在缺陷（Ahn和Thiele，2002)。通过这种方式，H₂O（运行）₂被认为对HSF的活化和DNA结合活性具有两种作用；H（H）₂O（运行）₂有利于HSF的核转位，同时也改变HSFs的DNA结合活性，这是通过氧化DNA结合域内的两个关键半胱氨酸残基（Jacquier-Sarlin和Polla，1996).

据报道，高血糖通过增加糖酵解速率，同时抑制氧化磷酸化来增加氧化应激（Crabtree，1928)。糖酵解增加引起的甘油醛-6-磷酸的积累和随后的自氧化导致H的生成₂O（运行）₂因此，线粒体ROS生成增加。如前所述，HSF-1（HSPs的主要调节因子）的激活是氧化还原依赖性的。

结论

本研究表明，高血糖状态和氧化应激可导致HSP60和HSP70表达的诱导，提示T2DM患者中观察到的这些分子应激蛋白的血清水平升高也可能是由于未控制的高血糖和氧化应激所致。有趣的是，在HeLa细胞暴露于所研究的应激源期间，细胞内产生的ROS水平也随之显著增加；提示HSP70和HSP60的诱导与ROS介导的过程有关。