粘膜成纤维细胞galectin-3功能的调节：在粘膜炎症中的潜在作用

总结

最近，我们发现由结肠上皮细胞（CEC）分泌的半乳糖凝集素-3（gal-3）是结肠固有层成纤维细胞（CLPF）的强激活剂。CLPF功能的调节可能在炎症性肠病（IBD）的狭窄和瘘管形成过程中发挥作用。因此，我们进一步研究了gal-3的表达及其对CLPF的影响。本研究的目的是在健康对照组和克罗恩病（CD）或溃疡性结肠炎（UC）患者的组织中直接比较gal-3。从对照组和IBD结肠组织中分离出CEC、CLPF和肠巨噬细胞（IMAC）。白细胞介素-8分泌作为CLPF激活的读数通过酶联免疫吸附测定进行定量。用Western blot、免疫荧光和免疫组织化学方法检测细胞培养物和组织样品中的Gal-3。CLPF迁移在48-well改良Boyden室中进行检测。Gal-3在结肠的所有部分均有表达。与结肠相比，回肠末端的gal-3较少。免疫组织化学和免疫荧光显示gal-3在对照粘膜和UC的CEC和IMAC中均匀分布。然而，CD患者IMAC中的gal-3明显较少。在CD瘘和狭窄中，gal-3表达显著降低，几乎无法检测到。在共同孵育研究中，乳糖显著降低了gal-3的CLPF刺激电位，表明gal-3 C末端结构域负责CLPF激活。Gal-3刺激了来自瘘管的CLPF中的CLPF迁移。总之，在CD患者的CD-瘘和狭窄以及IMAC中gal-3表达下调。Gal-3诱导来自瘘管的CLPF迁移。其对狭窄和瘘管形成的作用值得进一步研究。

介绍

最近，我们鉴定了半乳糖凝集素-3（gal-3）是一种从结肠上皮细胞（CEC）分离的新的结肠固有层成纤维细胞（CLPF）激活因子[1]. 培养的原代人CEC上清液强烈激活原代结肠成纤维细胞培养物或肠成纤维细胞系CCD-18Co，如核因子κB激活和白细胞介素（IL）-8分泌。我们采用经典的生物化学方法，通过快速高效液相色谱法从CEC上清液中分离出活化组分的主要蛋白质。利用矩阵辅助激光解吸/电离飞行时间质谱仪，我们鉴定出该蛋白为gal-3。免疫沉淀证实gal-3是CEC调节介质的一部分，是CLPF的主要激活剂。用重组gal-3刺激CLPF后，CLPF IL-8分泌量显著增加。

半乳糖凝集素-3是一组已知14个哺乳动物成员的β-半乳糖苷结合蛋白的成员[2–4]. 三组不同的半乳糖凝集素由其结构和序列定义。半乳糖凝集素包含一个由130个氨基酸组成的独特结构域，负责碳水化合物结合活性，即所谓的碳水化合物识别结构域（CRD）。半乳糖凝集素由多种细胞类型表达，在细胞内和细胞外都存在。通过与细胞表面糖复合物的结合和交联，半乳糖凝集素可以调节细胞凋亡、细胞因子分泌、细胞粘附和迁移等过程[5]. 这些蛋白质与T细胞的调节、活化、分化和存活有关，因此可能在调节慢性炎症性疾病如炎症性肠病（IBD）和其他自身免疫性疾病中发挥关键作用。

半乳糖凝集素-3是所谓的“嵌合体”中唯一的成员。它由一个不寻常的富含脯氨酸和甘氨酸的N末端结构域组成，该结构域连接到C末端CRD结构域。N末端缺乏碳水化合物结合活性，但对gal-3的全部生物活性至关重要[6]. N-末端结构域与gal-3的分泌有关[7]. Gal-3包含较长低聚糖（例如聚乳糖多糖）的延伸结合位点[8]. C末端结构域包括一个已知被乳糖阻断的糖结合位点[6,9]. Gal-3在许多组织和细胞类型中表达，如上皮细胞、成纤维细胞、角质形成细胞、破骨细胞、朗格汉斯细胞、树突状细胞、单核细胞和巨噬细胞[10–12]. 它定位于细胞核、细胞质和细胞表面[13,14]. Gal-3是通过一种使用内质网和高尔基体的非正统分泌机制从细胞中释放出来的。gal-3的功能是多效性的，包括细胞增殖、粘附和存活[15–18]. gal-3敲除模型显示肝纤维化减弱，可能是因为前胶原表达减少[19].

在过去几年中，gal-3蛋白引起了越来越多的关注。基质反应在不同类型的癌症中发挥作用，如甲状腺癌、结肠癌或胃癌，并参与转移形成[20–25]. 在结肠癌中，结肠中gal-3表达减少与肝转移风险降低相关[24]. 然而，gal-3作为癌症预后因素的作用仍存在争议[20,26,27]. 研究表明，Gal-3与bcl-2相互作用，bcl-2是一种已知的凋亡抑制因子，与Gal-3序列相似，从而影响和调节细胞凋亡[28,29]. 此外，gal-3可防止活性氧产物的形成[30]. 与对照组相比，Gal-3转染的T细胞显示出更高和更快的生长速度。Gal-3也可能参与前mRNA的核剪接。它在伤口愈合和加速再上皮化中起作用[31].

与这些主要的抗炎特征相反，gal-3也可能在一些组织中起到炎症诱导剂的作用。与对照组小鼠相比，输注巯基乙酸后，Gal-3缺乏小鼠腹腔内炎性细胞浸润较少[32].

这些已知特征以及我们对gal-3是CLPF的主要激活剂的观察，使其成为一个有趣的因素，其在肠道免疫系统和IBD病理生理学中的功能需要评估。克罗恩病（CD）患者粘膜肌层和固有肌层增生，而溃疡性结肠炎（UC）患者无此表现。这会导致狭窄和肠梗阻。瘘管和狭窄在CD患者中常见。导致狭窄和瘘管形成的确切机制尚不清楚，限制了保守治疗的选择；然而，大多数专家都假设CLPF参与其中。

炎症损伤后成纤维细胞持续激活可能是组织瘢痕形成和病理重塑的危险因素。成纤维细胞迁移在组织形成和伤口愈合中起着重要作用，并且在CD粘膜中发生改变[33–36].

迄今为止，尚未对gal-3在IBD病理生理学中的潜在作用进行更详细的研究。在活性CD中，炎症上皮中gal-3的表达似乎减少[37]. 在结肠腺癌细胞系HCT-8中，肿瘤坏死因子（TNF）可降低Gal-3的表达。CD患者血清中含有抗gal-3免疫球蛋白G（IgG）自身抗体的比例明显高于UC患者和对照组。CD患者自身抗体滴度与疾病活动性呈负相关[38]. 这一结果最近得到证实，gal-3可以调节IBD患者的T细胞功能[39].

由于这些零碎的信息以及我们发现的gal-3对CLPF激活的重要作用，我们进一步研究了生理条件下gal-3在肠道免疫系统中的功能及其在IBD期间的潜在作用。

材料和方法

原发性CEC的分离和培养

结肠组织取自因结直肠癌或憩室炎进行手术切除的患者。按照描述进行CEC的分离[40]. 使用我们的方案，细胞的纯度可以达到90-98%[40]. 雷根斯堡大学伦理委员会批准从IBD患者和健康对照的活检和手术标本中分离CEC。所有患者均表示知情同意。表1提供了参与本研究的患者和材料的详细信息。

人肠道巨噬细胞的分离纯化

将从正常和IBD粘膜标本中分离的固有层单核细胞与携带单克隆小鼠抗人巨噬细胞CD33抗体的MicroBeads（Miltenyi Biotec，Bergisch-Gradbach，Germany）一起孵育，并用AS分离柱（Miltenyi Biotec）纯化两次，如所述[41]. 磁性标记细胞保留在柱中。将柱从磁场中取出后，洗脱残留部分。洗脱的细胞通过第二个AS分离柱以提高肠巨噬细胞（IMAC）的纯度。使用藻红蛋白结合的山羊抗鼠IgG抗体（Caltag，Medac，Hamburg，Germany）通过荧光激活细胞分选仪（FACS）分析确认最终纯度>95%的IMAC。

来自CEC的调节介质

如前所述，在CEC-medium（MEM-Earle/Biochrome）（青霉素/链霉素和庆大霉素；PAA Laboratories GmbH，Linz，Austria）中分离结肠上皮细胞并在胶原A涂层（Biochrom，Berlin，Germany）Millicell CM过滤器（Millipore Corporation，Bedford，MA，USA）上培养[40]. 培养24小时后，收集培养基，离心去除细胞碎片，并在−20°C下保存3个月。

细胞系

HT-29细胞和CaCo-2细胞取自欧洲细胞培养物收集中心，并在添加了10%胎牛血清（FCS）（德国艾登巴赫泛生物技术公司）、1%丙酮酸钠（PAA实验室）、1%非必需氨基酸（PAA Laboratories）的Dulbecco改良Eagle's培养基（DMEM）（PAA实验室）中培养在标准组织培养条件下，添加1%青霉素/链霉素。CCD-18Co细胞代表来自人类结肠的永生化成纤维细胞系（美国型培养物收集中心，弗吉尼亚州马纳萨斯市，美国）。细胞在37°C和10%CO中培养₂在DMEM中添加20%FCS、1%丙酮酸钠、1%非必需氨基酸和1%青霉素/链霉素。

白细胞介素-8酶联免疫吸附试验

根据制造商的方案（Biozol，Eching，德国），通过酶联免疫吸附试验（ELISA）对IL-8蛋白进行定量。

免疫荧光和免疫组织化学

在4μm处切割石蜡包埋标本，并将其安装在玻璃载玻片上。将载玻片在磷酸盐缓冲盐水（PBS）中清洗两次，每次5分钟，然后进行空气干燥，并在−20°C的丙酮中培养10分钟。随后，将载玻片在含有10%FCS的培养基中孵育30分钟。然后，添加50μl抗gal-3抗体（BD Biosciences，Pharmingen；克隆B2C10或小鼠IgG1同种对照小鼠IgG）抗体，分别作为1:250和1:200稀释液中的同种对照。将载玻片放置在潮湿的盒子中1小时。使用Vectastain ABC-elite标准系统（Vector Laboratories，Burlingame，CA，USA）进行免疫组织化学染色。免疫荧光与二级抗体（山羊抗鼠1:150；美国俄勒冈州尤金分子探针）在37°C下孵育30分钟。添加荧光固定介质（德国汉堡DakoCytomation），将载玻片覆盖并保存在4°C下。

共吸收研究

用重组gal-3（10μg/ml；R&D Systems，Wiesbaden，Germany）和不同浓度的乳糖持续24小时。通过ELISA对上清液中的IL-8进行定量。蛋白质用双钦酸试验（Sigma）测定；在六孔板中使用400 000个细胞/孔。

蛋白质印迹

每条车道装载30μg蛋白质。蛋白质通过十二烷基硫酸钠-聚丙烯酰胺凝胶电泳分离。通过Ponceau S染色控制凝胶的等负荷。将凝胶印在硝化纤维素膜（德国达塞尔Schleicher/Schull）上30分钟。随后在含有PBS、0.2%Triton-X（Sigma）和5%奶粉的封闭缓冲液中培养膜，然后用Triton-X和PBS清洗。在5 ml封闭缓冲液内以5的浓度添加抗-gal-3抗体 μg/ml，持续1h，然后清洗。添加浓度为1:1000和1:4000的抗生物素抗体和链霉亲和素30分钟。清洗后，通过增强化学发光显影（ECL Plus Western Blotting Detection System，Amersham，UK）观察过氧化物酶，并暴露于X射线胶片（Curix 60，Agfa，Mortsel，Belgium）。

定量逆转录-聚合酶链反应

结肠粘膜用于定量逆转录-聚合酶链反应（RT-PCR），并转移到冰镇RNAlater溶液中（英国亨廷顿Ambion）。按照制造商的建议，使用RNeasy-kit（德国希尔登市齐根）和齐根碎纸机试剂盒提取RNA。按照制造商的建议，使用Promega（德国曼海姆）逆转录系统转录RNA。细胞因子mRNA的定量使用塔克人聚合酶链式反应，如前所述[42]（gal-3正向GCG GAA AAT GGC AGA CAA TT，gal-3反向CAT CCT TGA GGA TTT GGG TTT）。使用合适的GAPDH试剂盒（德国达姆施塔特应用生物系统公司）测量3-磷酸甘油醛脱氢酶（GAPDH）的表达，并作为参考。

CLPF的分离和培养

如前所述分离和培养人CLPF[36]. 手术标本的粘膜被切成1毫米的碎片，而活检标本直接用于分离CLPF。在不含Ca的Hank平衡盐溶液中分离上皮细胞²⁺和镁²⁺（PAA Laboratories GmbH，Linz，Austria）和2 mM乙二胺四乙酸（Sigma，Deisenhofen，Germany）。剩余组织在37°C下用1 mg/ml胶原酶1（Sigma）、0.3 mg/ml DNA酶I（德国英格尔海姆Boehringer Ingelheim）和PBS中2 mg/ml透明质酸酶（Sigma-）冲洗并消化30分钟(吉布科德国卡尔斯鲁厄）。将分离的细胞培养在25 cm²细胞培养瓶（Costar，Bodenheim，Germany），DMEM含有10%FCS、青霉素（PAA Laboratories）、链霉素10mg/ml（PAA Laboratories）、环丙沙星2mg/ml（Bayer，Leverkusen，Germany）、庆大霉素50mg/ml（PAA Laboratories）和两性霉素B1mg/ml（Biochrom，Berlin，Germany）。随后改变培养基，去除非粘附细胞。在第3代和第8代之间使用培养细胞。

迁移分析

如前所述，所有迁移分析均在改良的48 well Boyden室中进行[36]. 聚碳酸酯过滤器（孔径为8-μm，Gerbu Biotechtick，Gaiberg，Germany）将腔室分为上腔室和下腔室。将每种受试物重复放入下层隔间的孔中。总计20000个CLPF/孔被播种到Boyden室上部隔间的孔中。Boyden室在37°C和10%CO中培养₂将过滤器从培养箱中取出，并用橡皮警察刮去过滤器上侧未迁移的细胞。将过滤器下侧迁移的细胞固定，并用Hemacolor染色试剂盒（德国达姆施塔特默克）染色，放大400倍进行计数。

以纤维连接蛋白作为阳性对照，以未经处理的培养基作为阴性对照，进行6 h的迁移试验。以1和10μg/ml的浓度施用重组gal-3。以25μg/ml浓度施用纤维连连接蛋白。迁移程度以细胞/显微视野量化。每个患者重复8到12次实验。

统计

使用学生的t吨-测试和Mann-Whitney秩和测试。在P（P）-值<0.05。

结果

半乳糖凝集素-3在结肠、乙状结肠和直肠中强烈表达，在回肠末端表达较少

通过实时PCR对从对照组结肠、乙状结肠和直肠分离的上皮细胞中的半乳糖凝集素-3 mRNA进行定量。在直肠、乙状结肠和结肠中发现类似数量的gal-3 mRNA(图1a).

用免疫组织化学方法研究结肠（直肠、乙状结肠和结肠）连续标本的gal-3蛋白表达(图1b). Gal-3蛋白在乙状结肠、直肠和结肠中均匀分布。Gal-3阳性细胞主要为上皮细胞。在固有层中，很少检测到gal-3蛋白。朝肠腔方向的上皮层可见gal-3染色增强。

通过Western blot分析研究半乳糖凝集素-3蛋白的表达。与CEC相比，在上皮细胞系（HT-29和CaCo-2）中发现少量gal-3(图1c). 在直肠、西格玛和结肠中检测到等量的gal-3蛋白。在分离的肠上皮细胞（IEC）和回肠末端的活检中发现了较少的gal-3(图1c).

CD瘘、狭窄和IMAC中gal-3 mRNA表达降低

在CD瘘和狭窄中进一步观察gal-3 mRNA的表达。由于IMAC是IBD的重要参与者和gal-3的潜在来源，我们还研究了从IBD患者和对照组分离的IMAC中gal-3 mRNA的表达。将Gal-3在CD、CD瘘和CD狭窄中的表达与对照组和UC组织进行比较。

在UC患者的无火焰结肠标本中，实时PCR定量的gal-3 mRNA表达与对照组相比往往较低，但由于变异性高，这种差异没有达到统计学意义。在炎症UC炎症组织中，gal-3 mRNA的表达与无炎症UC患者的标本相当。与对照组相比，CD患者结肠组织中gal-3 mRNA的表达较低。CD患者的炎症粘膜中gal-3 mRNA的表达低于非炎症组织。CD中Gal-3的表达低于对照组（无显著性）和UC结肠组织（无明显性）。CD狭窄中gal-3的表达低于对照组(P（P） < 0·04). CD瘘管也发现了同样的情况(P（P） < 0·001).

在IBD患者结肠组织来源的IMAC中，gal-3低于对照组的IMAC(P（P） < 0·012) (图2).

与对照组织相比，UC和CD中gal-3的表达较低。在CD狭窄和瘘管以及从IBD组织中分离的IMAC中，gal-3的表达显著低于对照组。

CD瘘管和巨噬细胞中gal-3蛋白表达降低

在对照组和UC患者中，gal-3蛋白主要在上皮细胞中表达，两组之间无差异。Gal-3主要在肠壁上皮细胞内腔附近发现(图3a、c). 在对照组和UC患者的IMAC中，gal-3的表达类似(图3b、d). 如前所述，CD中gal-3表达降低[37]. 然而，在CD瘘管中发现少量或无gal-3染色(图3e). 此外，CD巨噬细胞中只检测到低gal-3(图3f).

半乳糖抑制半乳糖素-3诱导的成纤维细胞活化

半乳糖凝集素-3由两个结构域组成，一个是具有一致序列元素的N端结构域，另一个是功能性质不同的C端CRD结构域。C末端结构域包括已知被乳糖阻断的糖结合位点[6]. 因此，我们旨在阐明一个或两个结构域对最近描述的成纤维细胞激活是否至关重要。将CCD-18Co成纤维细胞与重组人gal-3（10μg/ml）孵育24 h。此外，增加乳糖浓度。作为成纤维细胞活化的读数，对上清液中IL-8的分泌进行量化。如前所述，Gal-3单独诱导了IL-8分泌的强烈诱导（6843·0±884·7 pg/ml）。低浓度乳糖的添加略微降低了gal-3的刺激作用（乳糖50 mM:5413·7±1693·9 pg/ml），但该作用不显著。高浓度乳糖消除了gal-3对成纤维细胞的刺激作用(图4)表示CRD域负责CLPF激活。

半乳糖凝集素-3在高浓度下抑制CLPF迁移，但在低浓度下诱导迁移

由于我们发现gal-3 RNA和蛋白在CD瘘和狭窄中的低表达，以及成纤维细胞迁移障碍在瘘和狭窄的形成中起作用，我们研究了重组gal-3对结肠成纤维细胞移动的影响。将CD组织、瘘管和狭窄处的CLPF迁移与对照组织和UC组织进行比较。用CEC条件培养基进行6小时的CLPF迁移测定；纤维连接蛋白作为阳性对照，非条件培养基作为阴性对照。以1和10μg/ml的浓度添加重组gal-3（添加或不添加纤维连接蛋白）。以25μg/ml使用纤维连连接蛋白。

与高浓度纤维连接蛋白相比，对照组CLPF中UC、CD和CD狭窄的gal-3显著抑制成纤维细胞迁移(图5a–d，加仑-3 10μg/ml与控制：P（P） < 0.001 CLPF控制，P（P） < 0·029 CLPF UC，P（P） < 0.001 CLPF CD，P（P） < 0.009 CLPF CD狭窄）。

仅在CD瘘的CLPF中，gal-3诱导的迁移与单独的纤维连接蛋白水平相当（gal-3 1μg/ml 51·1±9·9细胞/高倍视野，纤维连接到蛋白25μg/ml 64·8±18·5细胞/高倍视野）(图5e).

讨论

正如我们最近发现的，gal-3是CLPF的强激活剂，我们现在已经研究了gal-3在对照组和IBD组织的肠粘膜中的表达和功能作用。我们发现gal-3在结肠的所有部位均表达，但在回肠末端的表达明显较低。最近我们在CEC细胞系HT-29和CaCo-2 gal-3中发现了低gal-3表达，而在原代CEC中检测到了强表达[1]，与此处提供的数据相对应。我们对gal-3表达的研究证实了最近关于CD粘膜中gal-3降低表达的报道[37]. 本文研究了CD患者、结肠癌切除旁回肠、非特异性肠道炎症、憩室病、UC和健康空肠组织中gal-3的表达。结果表明，gal-3在对照患者的上皮细胞中均匀分布。然而，根据我们的发现，CD上皮细胞中gal-3减少。

在我们的研究中，我们可以证明CD狭窄和瘘管中gal-3的mRNA和蛋白表达强烈减少或几乎不表达，而gal-3表达均匀，主要存在于对照组和UC患者的上皮细胞中。

众所周知，肿瘤坏死因子在瘘管形成中起着重要作用。近年来，CD瘘管治疗中的抗TNF策略发展迅速，改善了患者的临床结局[43,44]. 关于gal-3，肠道活检与TNF孵育导致gal-3 mRNA下调在体外[37,39]. 我们在对照组中发现了gal-3的强烈上皮表达。正如我们可以清楚地证明的那样，在CD、瘘管和狭窄等炎症条件下，gal-3几乎无法检测到体内TNF水平升高可能是IBD患者受影响组织中gal-3表达下调以及CD狭窄和瘘管的原因。由于瘘管和狭窄中gal-3的丢失似乎与免疫功能紊乱和成纤维细胞的长期激活有关，这可能表明gal-3在炎症状态（如IBD）中作为保护剂的潜在作用。

对照组和UC患者IMAC中gal-3的表达水平相似。然而，在CD患者分离的IMAC中，gal-3的表达在蛋白质和RNA水平上明显下调。在炎症性IBD黏膜中，活化效应T细胞分泌的促炎细胞因子刺激巨噬细胞分泌大量TNF-α、IL-1和IL-6[45]. 这些细胞因子有助于粘膜血管血管内皮上粘附分子配体的上调表达，随后白细胞粘附并渗入组织和炎症[46,47]. CD患者IMAC中gal-3表达的缺失——正如我们在本研究中所示——可能与gal-3功能的连续紊乱有关，并导致IMAC的免疫反应延长和失衡，尤其是IBD患者。

然而，来自gal-3的腹腔巨噬细胞^−/−与gal-3相比，小鼠更容易发生凋亡^+/+当小鼠受到凋亡刺激时，表明炎症细胞中gal-3的表达可能导致细胞存活时间延长，从而延长炎症。这些结果强烈支持gal-3在腹膜腔中作为促炎介质的作用[32]. Gal-3在中性粒细胞外渗中也起着核心作用[16]是单核细胞和巨噬细胞的迁移因子[48]由于这些研究，再次表明了促炎介质的作用。

进一步研究gal-3缺失在IBD患者IMAC中的作用有助于阐明gal-3对IBD患者免疫功能的影响。gal-3功能的确切调控尚不清楚。Gal-3由排除内质网和高尔基体的途径调节和分泌[14]. 在人类中性粒细胞中，CD66a和CD66b被鉴定为gal-3的功能受体[49]. 已知gal-3的结合伙伴为β-连环蛋白、纤维连接蛋白、β1整合素、胶原蛋白和层粘连蛋白[50–53]. 将gal-3与不同浓度的乳糖孵育，显著降低了gal-3对CLPF的刺激电位。因此，我们可以证明，gal-3诱导CLPF产生IL-8主要由gal-3的CRD结构域介导。与与CRD结构域结合的gal-3天然抑制剂乳糖共培养，抑制了gal-3的CLPF激活作用。然而，gal-3在CLPF激活中的信号转导和受体结合的详细机制，尤其是在CD瘘和移行的CLPF中，尚需进一步阐明。

在CD瘘中，与对照组和UC相比，gal-3引起的CLPF迁移增加。相反，在来自对照组的CLPF中，UC、CD和CD狭窄，高浓度gal-3显著抑制了CLPF的迁移。

最近我们证明CD瘘管在细胞组成方面与非CD瘘管有显著差异。CD-瘘管有一层扁平的肠上皮或狭窄的鳞状上皮。非上皮化瘘管被一薄层成纤维细胞样细胞覆盖，局部形成新的基底膜。我们可以证明，这些成纤维细胞样细胞通过上皮-间充质转化（EMT）来源于上皮细胞。可以推测，成纤维细胞迁移和闭合伤口的能力降低可能与上皮细胞通过EMT介入并促进伤口闭合的必要性有关。由于gal-3能够诱导成纤维细胞迁移，因此gal-3表达减少可能与伤口闭合受损有关。这就解释了为什么EMT对于最终导致瘘管形成的伤口修复是必要的。然而，这一假设需要进一步的实验支持。

gal-3参与了肺纤维化。在辐射诱导的肺损伤中发现gal-3的合成和分泌增加。Gal-3似乎对损伤和修复过程中肺泡上皮的扩张和分化具有调节作用[54]. 此外，已经报道了gal-3在慢性胰腺炎组织纤维化发展中的影响[55].

半乳糖凝集素家族的其他成员在IBD中几乎没有被研究过。Gal-1在胰腺星状细胞的活化中起作用[56]. 然而，在HCT-15、LoVo和CoLo201细胞中，gal-1诱导细胞迁移减少[57]. 在一个由2,4,6-三硝基苯磺酸（TNBS）诱导的结肠炎实验模型中，gal-1在结肠中显示出保护和免疫调节作用[58].

半乳糖凝集素-3是一种对IBD越来越感兴趣的蛋白质。我们可以在本文中发现gal-3在瘘管和狭窄处以及CD的IMAC中很少表达（或不表达）。在回肠末端，gal-3的表达与对照组相比减少。此外，gal-3诱导CD-瘘管CLPF中成纤维细胞迁移增加。其在IBD中对瘘管和狭窄形成的作用如所示图6必须在进一步的研究中阐明，以开发保护性靶点，破坏炎症和成纤维细胞活化的持续性。

致谢

这项工作得到了联邦教育部、BMBF（Kompetenznetz CED）和德国财政部（SFB 585）的支持。作者感谢雷根斯堡大学的外科医生和病理学家为我们提供结肠标本。我们感谢患者对组织样本的贡献。

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