过氧化物酶体增殖物激活受体β/δ激活抑制新生大鼠心肌细胞肥大

摘要

目标过氧化物酶体增殖物激活受体β/δ（PPARβ/δ）是心肌细胞中主要的PPAR亚型，在调节心脏脂质代谢中起着重要作用。然而，PPARβ/δ激活物在心肌肥厚中的作用尚不清楚。

方法和结果：在培养的新生大鼠心肌细胞中，选择性PPARβ/δ激活物L-165041（10μmol/L）抑制苯肾上腺素（PE）诱导的蛋白质合成([^三H] 亮氨酸摄取）、胎儿型基因心钠素（ANF）的诱导和心肌细胞大小。PE刺激诱导心肌肥大也导致肌肉型肉碱棕榈酰转移酶的转录水平降低（50%，P（P）<0.05）和丙酮酸脱氢酶激酶4（30%，P（P）<0.05），在PPARβ/δ激动剂L-165041的存在下，这些变化被逆转。用PE刺激新生大鼠心肌细胞和用脂多糖（LPS）刺激胚胎大鼠心源性H9c2细胞可增强核因子（NF）-κB靶基因单核细胞趋化蛋白1（MCP-1）的表达。L-165041的存在降低了MCP-1的诱导，表明该化合物阻止了NF-κB的激活。电泳迁移率变化分析（EMSA）显示，L-165041显著降低LPS刺激的H9c2肌管NF-κB结合活性。最后，联合免疫沉淀研究表明，L-165041强烈增强了PPARβ/δ和NF-κB的p65亚单位之间的物理相互作用，表明这两种蛋白之间增加的联系是PPARβ/D激活剂拮抗NF-κ）B激活的机制。

结论：这些结果表明，PPARβ/δ激活抑制PE诱导的心肌肥大和LPS诱导的NF-κB激活。

这篇文章在本期的N.N.Petrashevskaya和A.Schwarz的社论（第770-771页）中提到。

心脏肥大是心脏对多种外源性刺激的反应，如动脉高压、瓣膜性心脏病、心肌梗死和肥厚性心肌病。虽然这一过程最初是对工作量增加的补偿，但其延长经常导致充血性心力衰竭、心律失常和猝死[1,2]在参与心肌肥厚生长的信号转导途径中，核因子（NF）-κB信号途径起着关键作用，因为已有研究表明NF-κB抑制阻断或减弱培养心肌细胞的肥厚反应[3–6]此外，心脏肥大与葡萄糖利用增加和脂肪酸氧化减少有关，这是胎儿心脏的特征[7,8]线粒体脂肪酸氧化酶缺陷导致儿童肥厚性心肌病[9]动物模型中脂肪酸氧化的扰动导致心肌肥厚[10,11]表明底物利用在肥大的发病机制中很重要。过氧化物酶体增殖物激活受体（PPARs）是配体激活的转录因子，调节参与脂肪酸摄取和氧化、脂质代谢和炎症的基因的表达[12]PPAR亚家族由三个亚型组成，即PPARα（根据核受体超家族的统一命名体系，为NR1C1）、PPARβ（也称为PPARδ）（NR1C2）和PPARγ（NR1C3）[13]PPARα主要表达于脂肪酸分解代谢水平较高的组织，如肝脏、棕色脂肪、肾脏、心脏和骨骼肌[14]PPARβ/δ广泛表达，PPARγ表达受限，主要在白色和棕色脂肪组织中，而骨骼肌和心脏等其他组织中含量有限。为了转录活性，PPAR需要与9-顺式维甲酸受体（RXR）（NR2B）。PPAR-RXR异二聚体与称为过氧化物酶体增殖反应元件（PPREs）的DNA特异序列结合，由一个核苷酸（DR-1）分离的核激素受体（AGGTCA）共识结合位点的不完全直接重复组成。这些序列已在PPAR靶基因的启动子区域内进行了表征。然而，PPAR对基因转录的调控超出了其处理私有靶基因的能力。PPAR还能够通过一种称为受体依赖的机制，独立于与DNA的结合来调节基因表达反式压制[15]其中一种机制涉及PPARα与NF-κB的物理相互作用，导致后者的抑制活性[16].

已经证明，在三种PPAR亚型中，两种PPARα的激活[17,18]和PPARγ[19,20]结果抑制心肌肥厚。然而，PPARβ/δ在该过程发展中的作用尚不清楚。PPARβ/δ的特异性合成配体（如L-165041）最近的可用性，使得研究这种核受体在心肌细胞中的作用成为可能。因此，最近，Gilde等人。[21]利用新生大鼠心肌细胞和胚胎大鼠心脏源性H9c2细胞，明确证明PPARβ/δ是心肌细胞中主要的PPAR亚型，在调节心脏脂质代谢中起着显著作用，表明PPARβ／δ与PPARα和γ类似，可能在心脏病中起重要作用。

在本研究中，我们检测了PPARβ/δ激活在苯肾上腺素（PE）诱导的新生大鼠心肌细胞肥大和脂多糖（LPS）刺激的H9c2肌管肥大中的作用。我们发现PPARβ/δ的激活抑制了PE诱导的肥大和LPS诱导的NF-κB的激活。

1.方法

1.1. 材料

根据Berger等人的研究，合成了L-165041。[22]. [γ-³²P] dATP（3000 Ci/mmol）和[^三H] 亮氨酸（50 Ci/mmol）购自Amersham Pharmacia Biotech KK。抗试验性钠尿因子（ANF）多克隆抗血清来自Peninsula Laboratories，Alexa flouro 488山羊抗兔抗体和568山羊抗鼠抗体来自Molecular Probes。所有其他化学品均购自西格玛。

1.2. 细胞培养

如前所述，制备1至2日龄Sprague-Dawley大鼠的新生大鼠心室肌细胞，并在含有10%胎牛血清的Dulbecco改良Eagle's培养基（DMEM）中培养过夜[23]在治疗前24 h，将培养基改为无血清的DMEM，补充转铁蛋白（10μg/mL）、胰岛素（1μg/mL）和溴脱氧尿苷（0.1 mmol/L）。在本研究中，PE被用于刺激新生大鼠心肌细胞。按照NIH指南进行动物处理和处置。

胚胎大鼠心脏来源的H9c2细胞（ATCC）保存在由补充10%胎牛血清的DMEM组成的生长培养基中。H9c2细胞以5000个细胞/cm的密度进行培养²并允许在生长培养基中增殖。培养基每3天更换一次。为了诱导H9c2成肌细胞分化为肌管，当细胞接近汇合时，用分化培养基（含2%马血清的DMEM）替换生长培养基。为了进行mRNA分析，用10μmol/L L-165041和LPS（10 ng/mL）处理H9c2细胞24小时。

1.3. 成立[^三H] 亮氨酸

为了检测PE对蛋白质合成的影响[^三H] 亮氨酸基本上是通过Thaik等人的方法测量的。[24]培养的新生大鼠心室肌细胞在L-165041存在或不存在的情况下用PE处理，并与[^三H] 亮氨酸（1μCi/mL）24小时。用PBS清洗细胞，然后用10%三氯乙酸在4°C下处理30分钟，以沉淀蛋白质。然后将沉淀溶解在NaOH（0.25 N）中。等分样品用闪烁计数器计数。

1.4。免疫细胞化学

新生大鼠心室肌细胞在冰镇100%甲醇中固定10分钟。分别以1:400和1:150的稀释液在含有1%BSA的PBS中添加抗α-肌动蛋白抗体和抗ANF多克隆抗血清，并在室温下孵育1小时。二级抗体Alexa flouro 488山羊抗兔和Alexa fluro 568山羊抗鼠，在含有5%大鼠血清的PBS中以1:300的稀释度使用，并在室温下孵育30分钟。使用共焦激光荧光显微镜观察免疫荧光。照片取自五个随机区域。

1.5. RNA制备和分析

如前所述，通过逆转录-聚合酶链反应（RT-PCR）评估特异性mRNA的相对水平[25]用于扩增的正、反义引物序列为：ANF，5′-TCCTCTCCTGGCCTTTGGC-3′和5′-AGACGGGTCTCCCCAGTC-3′；gp91，5′-CACCTGCAGCCTCTGGAATT-3′和5′-ATGGTGTGAAATGGCGGTGTGA-3′；诱导型一氧化氮合酶（iNOS），5′-GCATGGACCATAAGGCAAGCAA-3′和5′-GCTTCGGTCGATGAGCAA-3’；丙二酰辅酶A脱羧酶（MCD），5′-TACGGTGAGAGCACGAGGC-3′和5′-GGGGCCTCCAGGTA-3′；单核细胞趋化蛋白1（MCP-1）、5′-GGGCCTGTTGTTCACAGTGC-3′和5′-GGGACACCTGTGGGTGAT-3′；肌型肉碱棕榈酰转移酶（M-CPT-I），5′-TTCACTGACCCAGAGAGG-3′和5′-AATGGACCAGCCATGGAGA；丙酮酸脱氢酶激酶4（PDK-4）、5′-GAACCCCTTCCGTCCAGCT-3′和5′-TGTGCAGGGACCACA-3′；PPARγ共激活因子-1（PGC-1）、5′-AGAAAGGGCCCGAGCAATCTG-3′和5′-AGATGTGCCCCTGCCAGTCAC-3′；p22，5′-CCCCCGGGAAAAGAGAAAAAG-3′和5′-GGATGGCTCAGAGTGTAGA-3′；和APRT（腺苷磷酸核糖转移酶）、5′-GCCTCTTGCCAGTCACCACTA-3′和5′-CAGGCTCCACCACA-3′。每个基因的扩增产生了预期大小的单一条带（ANF:234 bp，gp91:200 bp，iNOS:198 bp，MCD:231 bp，MCP-1:157 bp，M-CPT-I:222 bp，PDK-4:168 bp，PGC-1:234 bp，p22:215 bp和APRT:329 bp）。特异性信使核糖核酸的表达结果总是相对于对照基因的表达来呈现(aprt公司).

1.6. 免疫印迹法

如前所述，从H9c2细胞中获得细胞裂解物和核提取物[25]蛋白质（50μg）在10%分离凝胶上通过SDS-PAGE分离，并转移到Immobilon聚偏二氟乙烯膜（Millipore，Bedford，MA）。使用抗IκBα、IκBβ、p65和PPARβ/δ（圣克鲁斯生物技术）和β-微管蛋白（西格玛）的抗体进行Western blot分析。使用EZ-ECL化学发光检测试剂盒（以色列Beit Haemek生物工业公司）进行检测。使用蛋白质分子质量标准（生命技术）估计检测到的蛋白质的大小。

1.7. 电泳迁移率变化分析（EMSA）

H9c2细胞用10μmol/L L-165041预处理24 h，然后用LPS（10 ng/ml）刺激1 h。如前所述分离核提取物和EMSA[25].

1.8. 协同免疫沉淀

用含有10 mM PBS、50 mM KCl、0.05 mM EDTA、2.5 mM MgCl的缓冲液将细胞核提取物的最终体积调至0.5 mL₂，8.5%甘油，1 mM二硫苏糖醇，0.1%Triton X-100，2%BSA和1 mg/ml脱脂乳在4°C下孵育6小时，并与4μg抗p65一起孵育。通过在摇杆平台上用蛋白A-琼脂糖悬浮液在4°C下培养样品过夜，捕获免疫复合物。通过离心收集琼脂糖珠，并用含有蛋白酶抑制剂的PBS洗涤三次。微离心后，用60μl SDS–PAGE样品缓冲液清洗颗粒，并在100°C下煮沸5分钟。将等分上清液在10%SDS-PAGE上进行电泳，并用抗PPARβ/δ抗体进行免疫印迹。

1.9. 统计分析

结果来自至少四个独立实验，以平均值±标准差表示。各组之间的比较使用计算机程序GraphPad Instat（GraphPad-Softwware，加州圣地亚哥）进行单向方差分析。当发现显著差异时，进行Tukey–Kramer多重比较测试。差异被认为在P（P）<0.05.

2.结果

2.1. L-165041激活PPARβ/δ抑制PE诱导的新生大鼠心肌细胞心肌肥厚

心脏肥大导致蛋白质含量显著增加（例如[^三H] 亮氨酸摄取）、胎儿型基因（如ANF）的诱导和心肌细胞大小[26]因此，我们首先研究了特异性PPARβ/δ激动剂L-165041对这些参数的影响，此前研究表明，在10μmol/L的浓度下，该激动剂对该PPAR亚型具有选择性[27]用载体或L-165041预处理细胞30分钟，然后用100μmol/L PE刺激细胞24小时，如所示图1A中[^三H] PE显著增加亮氨酸掺入（1.6倍，P（P）<0.001），L-165041（−20%，P（P）<0.05). PE诱导的心肌细胞肥大也导致胎儿心脏基因ANF mRNA水平的大约双重诱导(图1B） ●●●●。相反，在L-165041存在的情况下，PE诱导的ANF表达被废除。心肌细胞肌节相关蛋白α-肌动蛋白和ANF的免疫染色清楚地显示，PE刺激后心肌细胞大小和ANF蛋白表达增加(图1C） ●●●●。PPARβ/δ激动剂L-165041的存在阻断了这些变化。

2.2. PPARβ/δ激动剂L-165041治疗可防止PE诱导的新生大鼠心肌细胞肥大引起的脂质代谢相关基因表达减少

心肌肥厚的一个重要分子适应是与脂肪酸代谢相关基因mRNA表达下调相关的葡萄糖利用增加和脂肪酸氧化减少[8]有趣的是，PPARβ/δ激活了心肌细胞中与脂肪酸利用有关的几个PPAR靶基因的表达[21]包括M-CPT-I，它决定线粒体β-氧化的流量[28]和PDK-4，通过对丙酮酸脱氢酶复合物的抑制作用抑制葡萄糖氧化，从而增加脂肪酸的利用[29]考虑到这些数据，我们接下来评估了在L-165041存在或不存在的情况下，PE诱导的心肌细胞肥大对这些基因mRNA水平的影响。PE诱导心肌细胞肥大导致M-CPT-I的转录水平降低（50%，P（P）<0.05）和PDK-4（30%，P（P）<0.05). 相反，在PPARβ/δ激动剂存在的情况下，PE并没有降低这些基因的水平，甚至也没有降低强有力的诱导（约四倍，P（P）<0.001），与对照值相比(图2A和B）。PE处理不会影响MCD和PGC-1这两个参与脂质代谢的基因的mRNA水平，而与L-165041共培养导致MCD表达显著增加(图2C和D）。

2.3. L-165041抑制PE诱导的新生大鼠心肌细胞肥大引起的MCP-1上调

PE诱导的新生大鼠心肌细胞肥大是通过NF-κB通过活性氧（ROS）的生成激活介导的[4]NADPH氧化酶是产生ROS的系统之一，在心肌肥厚时其表达增加[30]因此，我们评估了L-165041激活PPARβ/δ是否影响NADPH氧化酶亚基gp91和p22的表达(图3A和B）。在新生大鼠心肌细胞中未观察到这些基因的mRNA水平发生变化，因此NADPH氧化酶表达减少不太可能解释L-165041的抗肥厚作用。同样，L-165041治疗也不影响iNOS的表达，iNOS以前参与了心肌肥大的适应不良后果[31](图3C） ●●●●。接下来，我们测定了L-165041对MCP-1表达的影响，MCP-1是一个受NF-κB转录控制的基因[32]，在新生大鼠心肌细胞中。用PE刺激心肌细胞可使该基因的表达增加两倍，L-165041可消除该作用(图4A） ●●●●。这一数据表明，NF-κB活化的预防可能与PPARβ/δ活化获得的抗肥厚作用有关。由于从新生大鼠心肌细胞获得的mRNA和蛋白质数量有限，我们继续对胚胎大鼠心脏来源的H9c2细胞进行研究，以证实NF-κB参与了L-165041治疗后观察到的变化。Gilde等人。[21]最近报道H9c2细胞大量表达PPARβ/δ亚型，而PPARα和γ未检测到。这一事实在适当的工具中转化H9c2细胞，以研究PPARβ/δ激活的作用，而不受其他PPAR亚型的潜在干扰。为了激活NF-κB，用LPS刺激H9c2细胞24小时，据报道LPS可以激活心肌细胞中的NF-κ的B[33]如预期，一个稳健的归纳法（七倍，P（P）在NF-κB靶基因MCP-1的mRNA水平上观察到<0.001）(图4B） ，这显著降低（−25%，P（P）<0.001）。LPS刺激H9c2细胞也导致脂肪酸代谢相关基因表达的变化模式与PE诱导的新生大鼠心肌细胞肥大中观察到的类似。因此，M-CPT-I和PDK-4的mRNA水平分别下降了20%和40%，而L-165041的存在阻止了这些变化(图4C和D）。

2.4. PPARβ/δ激活剂L-165041治疗可减少LPS诱导的NF-κB活化

由于NF-κB的激活是心肌细胞肥大生长所必需的[3–6]并且MCP-1转录受该转录因子调节，我们通过EMSA研究PPARβ/δ激活剂L-165041是否抑制LPS诱导的H9c2细胞NF-κB活化。EMSA研究表明，NF-κB探针与心脏核蛋白形成三种复合物（复合物I至III、，图5). 通过在孵育混合物中添加过量的未标记NF-κB寡核苷酸，在竞争实验中评估了三种DNA结合复合物的特异性(图5A） ●●●●。LPS刺激细胞1小时后，NF-κB结合活性（主要是特异性复合物II）增加(图5B） ●●●●。相反，在L-165041存在的情况下，LPS诱导的NF-κB结合活性增加被消除。通过将核提取物与针对NF-κB p65亚单位的抗体孵育，对NF-κ的B进行表征。将该抗体添加到孵育混合物中导致复合物II完全超移，从而表明该复合物含有p65。核蛋白与Oct-1探针的DNA结合没有变化，表明NF-κB探针的增加是特定的（数据未显示）。总的来说，这些数据表明，L-165041激活PPARβ/δ抑制LPS诱导的NF-κB激活。

2.5. PPARβ/δ激活剂处理可增强其与NF-kB p65亚基的相互作用

最后，我们试图确定PPARβ/δ激活剂L-165041抑制LPS诱导的NF-κB活化的分子机制。由于有人提出PPARβ/δ和PPARα具有相似的生物学作用[21]，我们研究了PPARβ/δ是否通过与PPARα类似的机制抑制NF-κB信号传导。PPARα的激活可能通过不同机制抑制NF-κB信号传导。首先，据报道PPARα激活剂可诱导IκBα的表达，IκBα与p65–p50异二聚体复合物形成细胞质非活性复合物[34,35]在L-165041治疗后，我们没有观察到PPARβ/δ、NF-κB的p65亚单位、IκBα或IκBβ的蛋白表达发生显著变化(图6)表明PPARβ/δ的激活并不是通过这种机制起作用的。此外，PPARα激活剂可能通过DNA结合独立机制发挥作用，该机制可能涉及与NF-κB的物理相互作用。这种关联阻止NF-κB与其反应元件结合，从而抑制其诱导基因转录的能力[16]为了评估PPARβ/δ的激活是否通过类似的机制发挥作用，我们使用抗NF-κB p65亚基和PPARβ/δ的抗体对分离的核提取物进行了共免疫沉淀研究。数据如所示图7证明PPARβ/δ激动剂L-165041的加入强烈增强了p65和PPARβ/dδ之间的物理相互作用，表明这两种蛋白之间增加的联系是PPARβ/D激活阻止NF-κB激活的机制。

3.讨论

在本研究中，我们证明特异配体L-165041激活PPARβ/δ可抑制PE诱导的新生大鼠心肌细胞肥大。L-165041治疗也抑制了PE诱导的NF-κB靶基因MCP-1的表达，这表明该化合物的抗高密度作用涉及下调NFκB信号通路。此外，研究表明，L-165041可能通过增强PPARβ/δ与NF-κB p65亚单位的物理相互作用来抑制LPS诱导的NF-κ的B活化。

几项研究报告称，PPARα和PPARγ激活剂均能抑制心肌肥厚[36–39]相反，PPARβ/δ激活在心肌肥大中的生物学作用尚不清楚。选择性PPARβ/δ配体的可用性，如L-165041，为研究这种PPAR亚型在心肌细胞中的作用开辟了可能性。因此，最近一项研究的先前数据[21]指出PPARβ/δ在心脏中的重要功能。作者证明，PPARα和PPARβ/δ在心脏中的表达水平相当，而PPARγ几乎无法检测到。此外，PPARβ/δ是脂肪酸诱导的，激活了心肌细胞中与脂肪酸利用有关的PPARα靶基因的表达。本研究的作者认为，PPARα和PPARβ/δ在心肌细胞中具有类似的心脏脂肪酸代谢功能。与此观点一致，Muoio等人[40]表明PPARα在骨骼肌中的脂肪酸氧化^−/−小鼠没有受损，可能是因为PPARβ/δ弥补了这些小鼠中PPARα的缺乏。在本研究中，我们定义了PPARβ/δ激活、抑制心肌细胞肥大的新作用。因此，鉴于PPARα和PPARβ/δ在心脏中的大量表达以及PPARα激活也抑制心肌肥大[41,42]，这些PPAR亚型在心肌肥大的发展中也可能具有类似的作用。

心肌细胞中细胞内底物和代谢物水平的变化是心肌肥大的结果还是原因，仍然存在争议。然而，有几个因素支持心脏代谢在心肌肥大发展中的作用。因此，据报道，在心肌肥厚之前，几种糖酵解酶的活性增加[7]此外，PPARα基因影响人类左心室生长以应对运动和高血压的事实表明，心脏基质利用不当可能在左心室肥厚的发病机制中起到致病作用[43]。在目前的工作中，PE刺激大鼠新生心肌细胞，导致NF-κB活化[4]导致心肌细胞肥大，伴随脂肪酸代谢相关基因的表达下降，如M-CPT-I和PDK-4。添加PPARβ/δ激活物L-165041后，这种效应被消除，该激活物强烈诱导了这些基因的表达。有必要进行进一步研究，以明确用PPARα或PPARβ/δ激活剂对心脏脂肪酸代谢进行药理调节是否足以缓解或抑制心肌肥厚。然而，值得注意的是，用LPS处理H9c2细胞24小时后，M-CPT-I和PDK-4的表达变化模式与PE诱导的心肌细胞肥大相似。由于PE诱导的心肌细胞肥大和LPS均导致NF-κB活化，这些数据表明该转录因子参与脂肪酸代谢相关基因的下调。PPARβ/δ的激活将抑制NF-κB信号通路，避免心肌细胞肥大和脂肪酸代谢相关基因的下调。此外，尽管这不是本研究的目标，但细胞凋亡被认为是从心肌肥厚发展到心力衰竭的重要因素。NF-κB的激活参与抗和促凋亡效应的直接调节[44]，后者可能由LPS刺激。

有趣的是，L-165041减少了PE或LPS刺激的心肌细胞中NF-κB靶基因MCP-1的诱导，表明PPARβ/δ可能拮抗NF-κ的B活化。心肌MCP-1增强已在肥大和衰竭心脏中得到描述[45]，并可能导致炎症细胞的浸润和激活，如单核细胞/巨噬细胞和淋巴细胞。此外，据报道，MCP-1表达的激活有助于心肌梗死后左心室重构和衰竭[46]。因此，激活PPARβ/δ可能成为降低心脏MCP-1表达的治疗选择。值得注意的是，L-165041对LPS诱导的MCP-1表达的抑制作用强度低于PE。这可能反映了LPS刺激（七倍诱导）与PE（双重诱导）相比实现了更高的诱导和/或所用双细胞系统的差异。使用仅表达PPARβ/δ的H9c2肌管的优点是避免了其他PPAR亚型的干扰，因此，允许附加观察到的该转录因子的变化。然而，对H9c2肌管进行LPS治疗是为了实现NF-κB的激活，而不是心肌肥大，因此，在这些细胞中观察到的结果应局限于LPS对NFκB激活。

PPARα激活剂可能通过不同机制抑制NF-κB信号传导[16,47,48]. 其中一种机制涉及PPARα和NF-κB的p65亚单位的物理相互作用[16]这里，我们证明了L-165041激活PPARβ/δ增强了PPARβ/dδ和p65之间的蛋白-蛋白关联，表明这种机制可能会干扰NF-κB的转录激活能力。因此，PPARα和PPARβ/δ也可能具有类似的抑制NF-κB信号传导的作用机制。有必要进一步研究PPARβ/δ激活是否可以通过其他机制抑制NF-κB信号通路，或影响其他参与心肌肥厚的转录因子的活性，如活化T淋巴细胞核因子（NFAT）。

总之，在本研究中，我们发现PPARβ/δ激活抑制PE诱导的新生大鼠心室肌细胞肥大。PPARβ/δ激活还通过一种机制抑制LPS诱导的NF-κB激活，该机制可能涉及该PPAR亚型与NF-κB的p65亚基之间的蛋白-蛋白相互作用增强。这些数据表明，抑制NF-κB信号通路可能是抑制心肌细胞生长的潜在机制。

致谢

这项研究的部分支持资金来自西班牙国家科学与技术部（SAF2003-01232）和欧盟FEDER基金会的拨款。我们还感谢加泰罗尼亚将军2001SGR00141的拨款。Anna Planavila得到了巴塞罗那大学第四分部的资助。Mireia Jové得到了西班牙Ciencia y Tecnologia部长的拨款支持。

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作者注释